1．描笔偏转式记录仪其构造原理如图 1－46 所示。在永久性磁铁的磁场 中，放一个可动线圈，线圈与描笔连在一起，当信号电流经过可动线圈时， 线圈受到转动力矩作用产生偏转，从而带动描笔记录。其偏转角φ为：
　　

? ? M F
　　可见，偏转角度（φ）与信号经放大后所产生的驱动力矩（M）成正比， 与扭转刚度（K，即阻碍描笔转动的弹力）成反比。这种记录仪的特点是描笔 绕固定轴转动。这种运动方式与各种永磁式电表中的指针运动方式相同，驱 动力矩是由弹簧恢复力矩来平衡的，所以信号愈强则偏转愈大。一般心电图、 心音图、脑电图记录均采用这种记录仪。
　　2．自动平衡式记录仪这种记录仪是由被测信号控制描笔作直线移动，而 不是偏转。描笔始终保持在驱动信号为零的位置，当信号变化时，描笔随之 移动，补偿电压也随之改变，直至达到新的平衡，驱动信号消失为止。根据 补偿方式的不同，这种记录仪可分为电势差型和电桥型自动平衡记录仪，另
有 XY 记录仪。 在生理学实验中，可用自动平衡记录仪配合各种换能器组成生理记录系
统。其优点是量程大，整个纸面均可利用；描笔作直线运动以及调零方便。 缺点是频率响应稍差
　　3．二道生理记录仪的使用在启动电源开关前，应把所有的开关置于“断” 的位置。开启电源后，指示灯亮。放下抬笔架，将换能器与本机接通。机械-
电换能器与 A1B1、血压换能器与 A2B2 分别组成放大系统（图 1—47）。


　　在记录仪运转前，放大系统必须调零。零点调节可分级进行：先调后级 放大器（A1 或 A2），此时应将后级与前级放大器断开，可用二蕊导线插头插 入后级输入插座，使之断路。然后接通放大器，旋转调节旋钮，使描笔居中 线位置。然后调节前级放大器（B1 或 B2）的零点。
　　在接通前级放大器前，应把放大器灵敏度置于最低档。如若调节 A1B1 放 大系统，则将 B1 的时间常数旋钮置于交流任一档，旋转 B1 的调零旋钮，使描
笔居于中线。再将时间常数置于直流档，旋动灵敏度旋钮，从最低档到最高 档逐一转换，描笔均应居中线不动。若有偏移，可调直流平衡旋钮实验时可 根据需要确定走纸速度。每做一次实验应注意打标，以示实验的开始与停止， 并记录打标的数值。
实验完毕，应断开前、后级放大器的输入、输出开关，将灵敏度置于最
低档，抬起笔架，切断电源，拔下插头。
　　（四）微型计算机（微处理机）随着计算机技术在生物、医学领域广泛 的应用，使得原先不易进行的某些生物信息的检测，变得简易可行的了。下 面将简略地介绍微型计算机（又称微处理机）的基本构造和特性，了解某些 概念和术语，为今后熟练地操作打下初步的基础。
1．微处理机电子学固态工艺学的发展，使得能够在一块硅芯片内组合多
达 1000 个以上的晶体三极管，构成所谓的大规模集成电路，微处理机就是利 用这种大规模集成电路所构成的。换句话说，微处理机是根据这种大规模集 成电路的原理组成的一种可编程序的逻辑器件。它本身包含了计算机的大部 分功能，但它必须连同一组外围系统设备和程序，组成一个完善的工作系统， 才能执行预期的任务。
　　2．微处理机的基本结构图 1-48 为一台微处理机系统的基本部件方框 图。有 4 个功能部件：存储器、运算器、控制器和输入/输出部件。
　　
一般把计算机的部件和线路称为硬件，而为计算机编写的程序称为软件
（详见后）。一台微处理机如只有硬件而无软件，则只能进行一些极简单的 操作。
　　(1)存储器存储器是存储大量信息的部件，它既存放指令，又存放数据。 该部件划分为许多个存储单元，每个单元由一定数量的寄存器组成，每组寄 存器能容纳一个计算机字。对每一个这样的单元都标有地址。
　　(2)运算器又称算术逻辑单元，是对数据进行运算的部件。这里进行的运 算有二种：算术运算和逻辑运算。这是一台计算机的中心，大多数的数据流 从一处流向另一处时，都要通 过这里。运算器中最主要的寄存器是累加器，在运算以前，累加器用来存放 操作数，在运算之后则负责存放结果数。
　　(3)控制器控制器是用来控制计算机工作的部件。它的功能是自动地接受 来自存储器中的逐条指令，并将指令进行译码，向计算机其它部分提供定时 指挥信号和同步信号，这些信号使其它部件能传输和处理数据，输入和输出 信息。
　　为了使控制器能够正确地翻译指令，每条指令必须有一定的结构，即称 之为指令格式，它的基本信息是操作码和某些指令中的地址码。操作码是一 组二进制数，在执行指令时进行什么样的操作，就是根据它的不同来确定的； 指令的地址部分，则表示要执行的指令必须从哪个存储单元中取出。
(4)输入/输出部件输入部件从外界接收数据和信息后就送入存储器中；
输出部件是用来接收计算结果，并把它们传送给其它外围系统，如生理学实 验中的记录仪、示波器等。
在生理学中的生物电位、血压、呼吸等信息，都是一些非离散信息的模
拟量或连续量，而计算机对各种信息都是采用有限数字的离散形式的处理， 因此，在连续模拟信息与离散数字信息之间必须进行“转换”，实现这种转 换的输入/输出设备，称“模-数（A/D）转换器”和“数-模（D/A）转换器”。
3．软件的概念和计算机语言软件是指计算机中的程序，也就是指计算机
按照人们的要求来完成某些特定的功能时的操作步骤。每一步具体的操作即 为指令，那些被操作的信息即为数据。所以，这种操作步骤只能是由计算机 所能接受的固定指令所组成，我们称为机器语言指令。这是由一系列 0 和 1 组成的最低一级语言。发展下去就是符号语言，这种语言是由可以被解释为 指令的数字和字母构成的。然而微机实际执行的程序，所用的只能是机器语 言，因此微机在执行时，这种符号语言必须先行翻译成机器语言，这就是汇 编程序。
　　高级语言（Basic，Fortran 等）实际上是很复杂的执行性实用程序包， 它包括操作者与计算机之间以某种对话性的术语进行交流所需的全部解释程 序和汇编程序。高级语言将这些术语解释和汇编为机器语言的指令，这样， 计算机才能识别和运行。用高级语言写的一条命令，有可能产生数百条机器 语言指令，以完成预期的操作。
　　4．微处理机在生理学中的应用在生理学范畴中，微处理机的应用和推广 已日益受到重视，各个领域都受到这项崭新技术的挑战。例如，心脏单个细 胞跨膜电位的测定，传统的方法是把从微电极引导到的电位变化经放大后显 示在荧光屏上，然后拍照记录，底片经冲洗后用分规、直尺对电位各参数进 行测量，这不仅工作量大，而且容易产生误差。利用微处理机对跨膜电位进
　　
行测量，从微电极记录到的电位经放大后送入计算机 A/D 转换线路，然后在 预先编写好的程序控制下，对各参数迅速进行计算，并把计算结果经 D/A 接 口输出至打印机，以图表形式把动作电位波形和各参数及时打印出来，这不 仅提高了工作效率，而且计算结果精确可靠。又如，利用微处理机的叠加功 能，可把淹没在背景噪声中的微弱信号分离出来。在软件的控制下，微处理 机还可把各种计算结果绘制成坐标图、直方图和表格等。
　　随着科学技术的发展，各类微处理机的硬件和软件都在不断得到改良和 完善，这必将在生理学的各个领域得到愈来愈广泛的应用。
（解景田、李震元）
第二章 神经与肌肉

实验 1 坐骨神经-腓肠肌标本的制备

【目的要求】
1．学习蛙类动物双毁髓的实验方法。
2．学习并掌握坐骨神经-腓肠肌标本的制备方法。
【动物与器材】 蟾蜍或蛙、常用手术器械（手术剪、手术镊、手术刀、金冠剪、眼科剪、
眼科镊毁髓针、玻璃解剖针）、蜡盘、蛙板、玻璃板、固定针、锌铜弓、培
养皿、滴管、纱布、粗棉线、任氏液。
【方法与步骤】
　　1．双毁髓的方法左手握蟾蜍（一般可用纱布包住蟾蜍躯干部），背部向 上（图 2-1）。用


食指按压其头部前端，拇指压住躯干的背部，使头向前俯；右手持毁髓针， 由两眼之间沿中线向后方划触，触及两耳后腺之间的凹陷处即是枕骨大孔的 位置。将毁髓针由凹陷处垂直刺入，即可进入枕骨大孔。然后将针尖向前刺 入颅腔，在颅腔内搅动，以捣毁脑组织。如毁髓针确在颅腔内，实验者可感 到针触及颅骨。此时的动物为单毁髓动物。再将毁髓针退至枕骨大孔，针尖 转向后方，与脊柱平行刺入椎管，以捣毁脊髓。彻底捣毁脊髓时，可看到蟾 蜍后肢突然蹬直，然后瘫软。此时的动物为双毁髓动物。如动物仍表现四肢 肌肉紧张或活动自如，必须重新毁髓。操作过程中应注意使蟾蜍头部向外侧
（不要挤压耳后腺），防止耳后腺分泌物射入实验者眼内（如被射入，则立
即用生理盐水冲洗眼睛）。
2．剥制后肢标本方法有两种。 (1)将双毁髓的蟾蜍背面向上放入蜡盘中。左手持手术镊轻轻提起两前肢
之间背部的皮肤，右手持手术剪横向剪开皮肤，暴露耳后腺后缘水平的脊柱。 用金冠剪横向剪断脊柱。左手持手术镊提起断开的脊柱后端，右手用金冠剪 沿脊柱两侧剪开体壁，再剪断下腹壁肌肉，自基部剪断内脏。然后用蘸有任 氏液的左手捏住断开的脊柱后端，右手向后方撕剥皮肤，同时弃其头部及内 脏。将剥干净的后肢放入盛有任氏液的培养皿中。清洗手及手术器械上的污 物。
　　(2)将双毁髓的蟾蜍腹面向上放入蜡盘中，左手持手术镊轻轻提起腹壁皮 肤，右手持手术剪将皮肤剪开，再剪开腹壁肌肉。然后用手术镊轻轻提起内
　　
脏，自基部剪断（勿伤脊神经）。左手轻轻托起蟾蜍后肢，使头部及内脏向 下，看清支配后肢的脊神经发出部位，于其前方剪断脊柱。剥皮的操作方法 同(1)。
注意操作过程中不可将剥皮的标本同皮肤、内脏等弃物放在一起。
　　3．分离两后肢将去皮的后肢腹面向上置于玻璃板上，脊柱端在左侧。用 左手拇指及食指压住标本的股部两侧肌肉，右手持手术刀于耻骨联合处向下 按压刀刃，切开耻骨联合。然后用金冠剪剪开两后肢相连的肌肉组织，并纵 向剪开脊柱（尾杆骨留在一侧），使两后肢完全分离。也可不用手术刀切开 耻骨联合，而用左手托起标本，右手持金冠剪直接剪开耻骨联合。注意：操 作要十分小心，切勿剪断坐骨神经。将分开的后肢，一只继续剥制标本，另 一只放入任氏液中备用。
　　4．分离坐骨神经将一侧后肢的脊柱端腹面向上，趾端向外侧翻转，使其 足底朝上（图 2—2），用固定针将标本固定在玻璃板下面的蛙板（木板或硬 泡沫塑料板）上。用玻璃解剖针





　　沿脊神经向后分离坐骨神经。股部沿腓肠肌正前方的股二头肌和半膜肌 之间的裂缝，找出坐骨神经。坐骨神经基部（即与脊神经相接的部位），有 一梨状肌盖住神经，用玻璃解剖针轻轻挑起此肌肉，便可看清下面穿行的坐 骨神经。剪断梨状肌，完全暴露坐骨神经与其相连的脊神经。再用玻璃解剖 针轻轻挑起神经，自前向后剪去支配腓肠肌之外的分支，将坐骨神经分离至 腘窝处。用金冠剪剪去脊柱骨及肌肉，只保留坐骨神经发出部位的一小块脊 柱骨。取下脊柱端的固定针，用手术镊轻轻提起脊柱骨的骨片，将神经搭在 腓肠肌上。
5．分离股骨头左手捏住股骨，沿膝关节剪去股骨周围的肌肉，用金冠剪
自膝关节向前刮干净股骨上的肌肉。保留股骨的后 2/3，剪断股骨。
　　6．游离腓肠肌用手术镊（尖头镊）在腓肠肌跟腱下穿线，并结扎。提起 结扎线，剪断肌腱与胫腓骨的联系，游离腓肠肌。剪去膝关节下部的后肢， 保留腓肠肌与股骨的联系，制备完整的坐骨神经-腓肠肌标本。标本应包括： 坐骨神经、腓肠肌、股骨头和一段脊柱骨四部分（图 2-3）。
7．检验标本左手持手术镊轻轻提起标本的脊柱骨片，使神经离开玻璃
板，右手持经任氏液蘸湿的锌铜弓，使其两极接触神经，如腓肠肌发生收缩， 则表示标本机能正常。右手提起腓肠肌上的结扎线，轻轻将标本放入任氏液 中（切勿使神经受牵拉），稳定 15—20min，即可进行实验。
注意，制备标本过程中经常用任氏液湿润去皮的标本。
【思考题】
1．剥去皮肤的后肢，能用自来水冲洗吗？为什么？
2．金属器械碰压、触及或损伤神经及腓肠肌，可能引起哪些不良后果？
3．如何保持标本的机能正常？
（赵静）


实验 2 坐骨神经-缝匠肌标本的制备

【目的要求】
学习坐骨神经-缝匠肌标本的制备方法。
【动物与器材】 同实验 1
【方法与步骤】
　　1．识别解剖部位缝匠肌位于股部腹内侧面，起于耻骨联合，止于胫骨， 为一肌纤维平行排列的长条肌肉（图 2-4）。缝匠肌受坐骨神经的分支支配。 此分支起于梨状肌的尾骨侧下面，沿途又向半膜肌、半腱肌等发出分支。并 由内大收肌和股内直肌之间穿过，到达股部腹面。在缝匠肌内侧面下 1/3 处 进入肌肉。由于该神经在走行沿途中一再分支，到达缝匠肌时已 很纤细，解剖时需倍加小心以免伤及神经。
2．按实验步骤 1—3 剥制完整的后肢标本。
　　3．取一侧下肢，腹位置于蛙板上。找到梨状肌（图 2-5），将其在尾骨 的附着处剪断。小心分离其下的坐骨神经，认清坐骨神经在此处发出的 3 个 分支。在分支的中枢端结扎坐骨神经，并在结扎线的中枢端以及 3 个分支的 外周端剪断坐骨神经。轻轻提起结扎线，细心地对 3 个分支略加分离，确认 从内直肌和半腱肌之间进入大腿腹面的一支，注意：此分支为支配缝匠肌的 神经。再将其它两个分支自坐骨神经起始处剪断，将保留的一支神经置于由 任氏液湿润的棉球下以保护之。
4．翻转下肢标本，将其背位置于蛙板上，找到缝匠肌。用尖镊子在其胫
骨附着点腱膜下开一小孔，穿线结扎。提起结扎线，用手术剪将结扎线外侧 的腱膜剪断。
5．轻轻提起结扎线，用眼科剪沿缝匠肌外侧缘仔细剪开肌膜，直至缝匠
肌在耻骨联合的附着处。为保护肌纤维，可在附着处剪下少量耻骨。
　　6．用玻璃解剖针将缝匠肌以内侧缘为轴翻转 180°，使其内表面向上， 即可清楚地看到支配肌肉的神经在其下 1/3 的内侧缘进入肌肉。随后将肌肉 翻正复原，用眼
科剪沿内侧缘由前向后剪开肌膜。注意：留下约 2mm 神经进入处的肌膜，以
便在下一步操作中保护神经不被牵拉。
　　7．用玻璃解剖针分离内大收肌和股内直肌，将在背面已分离的神经由分 离处穿至腹面，在此过程中需将支配其它肌肉的神经分支一一剪断。注意： 勿伤及支配缝匠肌的神经，这样即可把坐骨神经-缝匠肌分离出来（图 2-6）。 用镊子分别夹住耻骨和结扎线。将标本移至盛有任氏液的培养皿内，用锌铜 弓检查标本。
【思考题】
1.小结制备坐骨神经-缝匠肌标本的关键步骤。
2．用锌铜弓检查标本的原理是什么？
（解景田）


实验 3 刺激强度与肌肉收缩反应的关系

【目的要求】
1．学习神经-肌肉实验的电刺激方法及肌肉收缩的记录方法。
2．观察刺激强度与肌肉收缩反应的关系。

【基本原理】 腓肠肌由许多肌纤维组成，当刺激支配腓肠肌的坐骨神经时，不同的刺
激强度会引起肌肉的不同反应。当刺激强度过小时，不引起肌肉发生收缩反 应，此时的刺激为阈下刺激。当刺激强度逐渐增强时，可引起少数肌纤维发 生收缩反应，这种最小收缩反应的有效强度为阈强度。随着刺激强度的加大， 参加收缩反应的肌纤维数量增多，收缩力量也加大，此时的刺激为阈上刺激。 当全部肌纤维同时收缩时，即出现最大的收缩反应，即使冉增大刺激强度， 肌肉收缩的力量也不再随之加大。可以引起肌肉发生最大收缩反应的最小刺 激强度为最适刺激强度。
【动物与器材】
　　蟾蜍或蛙的坐骨神经-腓肠肌标本、常用手术器械、记纹鼓及电磁标或记 录仪及张力换能器、多用仪或刺激器、肌槽、砝码、培养皿、滴管、任氏液。

【方法与步骤】
　　1．将标本的股骨头固定在肌槽的股骨固定孔内。用记纹鼓记录时，将腓 肠肌肌腱上的结扎线与杠杆相连（图 2-7）。连线不可过紧或过松，以使肌 肉自然拉平为宜（保证肌肉一旦收缩，即可牵动杠杆）。为使肌肉收缩后尽 快放松杠杆，可在杠杆近支点处加挂砝码，保持杠杆平衡。在描记笔下方安 装刺激标记电磁标，使两笔尖对齐。实验用手转鼓记录（按第一章记录系统 手转鼓使用方法操作）。如用记录仪记录时，肌腱上的结扎线与张力换能器 相连（图 2-8）。按第一章记录系统中记录仪的使用方法，连接记录仪。将 神经搭在肌槽的电极上。刺激电极的接头与刺激器输出端相连。


　　2．打开刺激器，用手控触发或启动开关，由弱至强调节单脉冲刺激强度， 记录刺激强度及收缩曲线。每记录一次曲线，将记录纸走动 5mm。
3．当刺激强度达到某一数值后，肌肉收缩曲线不再随刺激强度的增加而
升高。记录 3—4 次同等高度的收缩曲线及刺激强度。 将实验结果填入表 2-1。
表 2-1 刺激强度与肌肉收缩反应的关系


次数 刺激强度（ V ） 收缩幅度（ mm ）


【思考题】
1．如何保持标本在实验过程中机能稳定？
2．找出标本的阈强度、最适刺激强度。
3．你所制备标本的兴奋性如何？指标是什么？







（赵静）



实验 4 骨骼肌单收缩的分析

【目的要求】
1．学习使用弹簧快鼓及音叉记录时间的方法。
2．分析单收缩过程的三个时期。
【基本原理】 肌肉组织对于一个阈上强度的刺激发生一次迅速的收缩反应，称为单收
缩。因其收缩过程很短，必须用转动速度极快的弹簧快鼓或记录仪才能记录 下来。单收缩的过程可分三个时期：潜伏期、缩短期及舒张期。
【动物与器材】 蟾蜍或蛙、常用手术器械、肌槽、弹簧快鼓及音叉或记录仪及张力换能
器、刺激器或多用仪、砝码、滴管、任氏液。
【方法与步骤】
1．制备坐骨神经-腓肠肌标本（见实验 1）。
　　2．安装记录装置及刺激装置。用弹簧记纹鼓记录。先将坐骨神经-腓肠 肌标本的肌腱的结扎线缚于肌槽杠杆上，在近支点处加适量负荷，使杠杆保 持水平。神经放在电极上，连接多用仪或刺激器及弹簧快鼓（图 2-9）。


　　3.调节刺激强度，以肌肉收缩曲线高度达 3-5cm 为宜。按第一章记录系 统中弹簧快鼓的使用方法，装好弹簧快鼓，调节记录笔尖，使之接触鼓面。 用手推动圆鼓一周，画出基线。调整记纹鼓上的活动叉与金属接触片的距离， 使其接触的位置正好对应干净光滑的记录纸面。



　　4．将记纹鼓的弹簧片压紧扁圆盘的引发梢，轻轻抬起记录笔，作出起始 标记。开启连续刺激（30 次/s）的同时迅速放擒纵梢，即可描出单收缩曲线。 关闭刺激器，转动记纹鼓，在接触片与活动叉相触的位置，轻轻抬起记录笔， 做出刺激标记。于收缩曲线的最高点处，抬起记录笔，自上而下画出与基线 的交点。
5．取下肌槽，换上音叉，装好音叉上的描笔。笔尖在记录曲线的起始点
下方接触鼓面，并固定。开动弹簧快鼓（方法同 3）的同时拨动音叉，做出 时间标记。
6．取下记录纸，注明音叉的频率，计算单收缩过程的三个时期（图 2-
10）如用记录仪记录单收缩曲线（按实验 3 装置），则不用划基线。开动记 录仪（走纸速度为 100mm/s）的同时，用单脉冲刺激神经，即可作出单收缩 曲线（图 2-11）。根据记录纸上的时间格数，计算单收缩的各期。
【思考题】
1．单收缩过程中的潜伏期包括哪些生理过程？
　　2．试把所测出的单收缩三个时期的时间与正常值比较，是否一致，分析 其原因。
（赵静）




实验 5 骨骼肌收缩的总和与强直收缩


【目的要求】

1．了解骨骼肌收缩的总和现象。
2．观察不同频率的阈上刺激引起肌肉收缩形式的改变。
【基本原理】
　　两个同等强度的阈上刺激，相继作用于神经-肌肉标本，如果刺激间隔大 于单收缩的时程，肌肉则出现两个分离的单收缩；如果刺激间隔小于单收缩 的时程，则出现两个收缩反应的重叠，称为收缩的总和。当同等强度的连续 阈上刺激作用于标本时，出现多个收缩反应的融合，称为强直收缩。后一收 缩发生在前一收缩的舒张期时，称为不完全强直收缩。后一收缩发生在前一 收缩的收缩期时，各自的收缩完全融合，肌肉处于持续的收缩状态，称为完 全强直收缩。
【动物与器材】 蟾蜍或蛙、常用手术器械、肌槽、记纹鼓及电磁标或记录仪与张力换能
器、刺激器或多用仪、砝码、培养皿、滴管、任氏液。
【方法与步骤】
　　1．按实验 3 的方法制备坐骨神经-腓肠肌标本并将其固定在肌槽上。用 记纹鼓记录时，在描记杠杆的下方装上刺激标记电磁标（两支笔尖对齐）， 肌槽上的电极与刺激器的输出端相连，调节刺激强度，使肌肉收缩曲线高度
达 2cm 左右，开动电动记纹鼓或记录仪（走纸速度为 20mm/s），再用手控触
发或启动开关，以单脉冲刺激神经，记录肌肉收缩曲线（图 2-12）。


　　2．刺激强度不变，以 1s 的间隔输出两个单脉冲刺激标本，肌肉则出现 两个分离的单收缩，记录收缩曲线。
3．用同等刺激强度，改变刺激间隔为 0.16s，刺激标本，记录肌肉收缩
曲线。
4．改用连续刺激（走纸速度为 10mm/s），以 2 次/s 的频率刺激标本 3
—5s，记录肌肉收缩曲线。
5．改变刺激频率为 6 次/s，记录肌肉收缩曲线。
6．将刺激频率改为 10 次/s，记录肌肉收缩曲线。
7．将刺激频率改为 20 次/s，记录曲线变化。
8．将刺激频率改为 25 次/s，记录曲线变化。 如用记录仪记录，当发生强直收缩的曲线过高时，可以衰减 1/2，使收
缩曲线完整地记录出来。
注意：实验过程中要经常用任氏液湿润标本，每次刺激后应使肌肉休息
30s。连续刺激不可超过 5s。
【思考题】
　　1．讨论肌肉发生不完全强直收缩及完全强直收缩的条件，人们日常生活 中哪些动作属于强直收缩。
2．何谓临界融合刺激频率？
（赵静）


实验 6 时值与强度-时间曲线的测定


【目的要求】 了解衡量组织兴奋性的指标——时值的概念，进一步了解引起组织兴奋

时刺激强度与刺激作用时间的依赖关系。
【基本原理】 要使组织受刺激后发生兴奋反应，不仅需要一定的刺激强度，而且需要
一定的刺激作用时间。刺激强度与刺激作用时间之间的相互关系可用强度- 时间曲线表示。刺激电流作用时间足够长时的刺激强度阈值，称为基强度。 在基强度下引起组织兴奋的最短刺激作用时间，称为利用时。在二倍基强度 下引起组织兴奋所需的最短刺激作用时间，Lapicque 称之为时值。时值是衡 量组织兴奋性的重要指标之一。改变刺激强度，分别测出引起某组织兴奋所 需的最短作用时间，将一系列这样的数据在坐标图上描绘出来，即为该组织 刺激的强度-时间曲线。
【动物与器材】 蟾蜍或蛙、常用手术器械、蛙板、玻璃板、电子刺激器、前置放大器、
SBR-1 型双线示波器、神经屏蔽盒（内有 Ag-Agcl 电极）、坐标图纸、培养 皿、棉线、任氏液、2%普鲁卡因溶液。
【方法与步骤】
　　1．制备坐骨神经干标本取一只蟾蜍或蛙，按实验 1 方法操作，分离一侧 后肢的坐骨神经。坐骨神经至腘窝处分为两支：内侧为胫神经，走行表浅； 外侧为腓神经。沿胫、腓神经走向分离至踝部，剪断侧支。结扎坐骨神经干 的脊柱端及胫、腓神经的足端，游离神经干。提起两端结扎线，将神经干标 本放入任氏液中，稳定 5min。
2．仪器的安装与调试
　　（1）将电子刺激器的“刺激输出”接神经屏蔽盒的刺激电极，“刺激监 视”输出接示波器的下线，用以测定并监视刺激输出方波的波幅（刺激强度） 与波宽（刺激作用时间），同时将刺激器“同步”接示波器外触发，使刺激 器的“刺激输出”与示波器扫描同步。“刺激频率”为 10—20 次/s。
（2）放大器的“输入”同神经屏蔽盒的引导电极相连，“输出”接示波
器的上线输入，用以观测神经干的动作电位。放大器“增益”置 1000 倍。
（3）各仪器与神经屏蔽盒要妥善接地。
3．基强度与时值的测定
　　（1）用滤纸片吸去神经干上的液体，用手术镊提起神经干两端的结扎 线，将神经干标本放入神经屏蔽盒内，中枢端搭于刺激电极上，外周端搭于 引导电极上。
（2）调节电子刺激器的波宽为 30ms。然后逐渐加大刺激强度，当神经
干刚好产生一个小小的动作电位时，此刺激强度即代表神经干中 Aα类纤维 的兴奋阈强度——基强度。
　　（3）增大刺激强度，使之正好为基强度的二倍，可见产生的动作电位幅 值增大。然后再逐渐缩短刺激波宽，使示波器荧光屏上刚刚产生一个小小的 动作电位，此时的波宽时间即为神经干中 Aα类纤维的时值。

4．强度时间曲线的测定
　　（1）将刺激强度分别调至基强度的 1.25、1.5、1.75、2、3、5、10 倍， 逐个测出不同刺激强度时各自产生动作电位的最小波宽，并填入表 2－2。
　　（2）以 x 轴代表刺激作用时间，y 轴代表刺激强度，将以上测得的实验 数据在坐标图纸上绘出强度-时间曲线，并标出基强度、利用时和时值（图 2
　　
－13）。
　　5．改变组织的兴奋性对强度-时间曲线的影响用沾有 2%普鲁卡因溶液的 棉球浸润刺激
表 2-2 强度时间曲线测定记录表

刺激强度 最小波宽








电极处的神经干标本，约 2min 以后，依上步骤重新测定该标本的基强度、时
值和强度-时间曲线，并将这些数据绘于前图中。可见二者的强度-时间曲线 并不重合，后者曲线向右上方位移。若将神经干标本置于 4℃的任氏液中浸
浴 5min 以后，重新测定，也可得到同样的结果。
【注意事项】
　　1．刺激强度和波宽的数据要由示波器下线的监视波形读取，必要时可增 大示波器下线 y 轴的增益和 x 轴扫描速度，将方波波形放大，这样读数更精 确。
2．整个测试过程要尽量迅速，刺激时间过长，组织的兴奋性容易改变，
使得测定的强度时间曲线不理想。
【思考题】
1．强度-时间曲线可以说明什么问题？
　　2.为什么说利用这种方法测的是神经干中 Aα类神经纤维的强度-时间 曲线？
3．试解释用普鲁卡因或 4℃任氏液处理标本后，所测的曲线发生位移的
原因。
（崔庚寅）


实验 7 神经干动作电位的测定

【目的要求】
1．学习电生理仪的使用方法。
2．观察蟾蜍坐骨神经动作电位的基本波形，并了解其产生的基本原理。
【基本原理】 神经或肌肉发生兴奋时，兴奋部位发生电位变化，这种可扩布性的电位
变化即为动作电位。神经的动作电位是神经兴奋的客观指标。 如将两个引导电极分别置于正常完整的神经干表面，动作电位先后通过
两个引导电极，可引导出两个方向相反的电位偏转，称为双相动作电位。如 将两引导电极之间的神经麻醉或损伤，动作电位只通过第一个电极引导出 来，它只有一个方向的电位偏转，称为单相动作电位。
　　坐骨神经由许多神经纤维组成，所以神经干的动作电位与单个神经纤维 的跨膜动作电位不同，它是许多动作电位组成的复合动作电位。虽然每条神 经纤维都按“全或无”定律参与反应，但在一定范围内，复合动作电位的振
　　
幅可随刺激强度的改变而发生变化。
【动物与器材】
　　蟾蜍或蛙、常用手术器械，SBR-1 型双线示波器、电子刺激器、刺激隔 离器、神经屏蔽盒、滤纸片、锌铜弓、任氏液、3mol/LKCl 溶液。
【方法与步骤】
　　1．制备蟾蜍坐骨神经干标本按实验 6 剥制坐骨神经干标本，但神经干尽 可能分离得长些，要求上自脊髓附近的主干，下沿腓总神经与胫神经一直分 离至踝关节附近。在制备过程

中，要把神经周围的结缔组织分离干净，但勿损伤神经标本。
　　2．连接实验装置按图 2-14 连接电子刺激器、刺激隔离器、神经屏蔽盒 和示波器。注意：各仪器应妥善接地，各仪器的连接应接触良好。
3．仪器的调试
　　（1）电子刺激器刺激方式取“连续”档，频率为 2—4 次/s，刺激强度 为 0—5v，波宽为 0.1—0.2ms。
　　（2）示波器输入选择置“AC”的“AB”档，灵敏度为 1—3mV/cm，扫描 速度 1mm/cm，“触发选择”置“外 AC”。
（3）调节示波器“触发电平”旋钮，使示波器的扫描与刺激器输出同步。
调节刺激器“延迟”旋钮，使刺激伪迹落于适当位置。
　　4．用滤纸片吸去神经标本上过多的任氏液。用手术镊夹持标本两端的结 扎线，将标本移至神经屏蔽盒内。盒内装有两对电极和一根接地线电极。其 中一对为刺激电极，接刺激隔离器输出端，一对为引导电极，连示波器输入 端，两对电极之间为一根接地电极。神经标本必须与 5 根电极良好地接触。 神经标本的放置方向是中枢端接触刺激电极，外周端接触引导电极。注意： 神经屏蔽盒内需滴加少量水分，以防神经干燥。
5．调节刺激器“强度”旋钮，使其从 0 逐渐增加。当强度达到一定数值
时，即可出现双相动作电位（图 2-15）。仔细观察其波形，并测量其阈刺激、 阈上刺激和最大刺激强度的幅值以及最大刺激强度时整个动作电位的持续时 间及幅度。
6．倒换神经干的放置方向，动作电位有无变化。


　　7．调正神经干的放置方向，用手术镊将两记录电极之间的神经夹伤，或 用一小块浸有 3mol/LKCl 溶液的滤纸片贴附在引导电极处的神经干上。观察 动作电位的波形有何变化，并测量动作电位的幅度和持续时间。
【思考题】
1．说明单相和双相动作电位的产生原理。
　　2．解释在一定范围内神经干动作电位的振幅随刺激强度而改变，是否与 单个神经纤维动作电位的“全或无”定律相矛盾。
4．改变神经干的方向后，动作电位的波形发生了什么变化，为什么？
（解景田）

实验 8 神经冲动传导速度的测定

【目的要求】

　　用电生理学方法测定蟾蜍或蛙坐骨神经的神经冲动传导速度，进一步学 习电生理仪的使用方法。
【基本原理】 神经冲动的传导速度（v）是指动作电位在单位时间（t）内传导的距离
（s），可根据神经干上动作电位从一点传导到另一点所需要的时间来计
算：v = s （m / s）。
t
　　动作电位在神经干上的传导具有一定的速度，不同类型的神经纤维传导 速度各不相同，神经纤维愈粗，传导速度愈快。两栖类的坐骨神经是混合神 经，包含多种粗细不等的神经纤维，其直径约为 3—29μm。坐骨神经中以 A 类纤维为主，传导速度约为 35—40m/s。
【动物与器材】 同实验 7。
【方法与步骤】
　　1．依实验 6 制备蟾蜍或蛙的坐骨神经标本。要求神经干尽量分离得长 些。
　　2．按图 2-14 安装并连接好仪器，所不同的是神经屏蔽盒内另装一对引 导电极，此引导电极连接示波器下线 A、B 输入端。两对引导电极的距离愈远 愈好。各仪器的工作参数参考实验 7 执行。
3．按实验 7 操作方法在示波器上下线引导出两个双相动作电位。调节示
波器 Y 轴位移，使上下线完全重叠。
4．根据扫描速度，测量从刺激伪迹至两个动作电位起始点之间的时间差
（t），此即为神经冲动从第一对引导电极传导到第二对引导电极所需要的时 间。
5．测量神经屏蔽盒内两对电极之间的距离（s）（应测两对电极中第一
个电极或第二个电极之间的距离）。
6．按公式 v=s/t(m/s）计算神经冲动传导的速度。
【思考题】
1．为什么实验要求两对引导电极之间的距离愈远愈好？
　　2．小结两次电生理实验中，示波器与电子刺激器的使用方法和操作要 领。你认为在电生理仪的使用中需要注意哪些问题？
（解景田）


实验 9 坐骨神经不应期的测定

【目的要求】
1．学习测定神经不应期的基本原理和方法。
2．掌握电生理仪的使用方法。
【基本原理】 神经在一次兴奋后，其兴奋性发生周期性的变化，而后才恢复正常。一
般把这些变化分为四个时期：绝对不应期、相对不应期、超常期和低常期。 应用电生理学方法可以观察或测定神经的不应期。
　　通过调节刺激器输出的连续双脉冲的时间间隔，可测定坐骨神经的不应 期。当双脉冲的间隔时间为 20ms 左右时，示波器荧光屏上呈现两个同样大小
　　
的动作电位。逐渐缩短双脉冲之间的间隔，第二个动作电位逐渐向第一个动 作电位靠近，振幅也随之降低，最后可因落在第一个动作电位的绝对不应期 内而完全消失。
【动物与器材】 同实验 7。
【方法与步骤】
1．按实验 6 的方法制备蟾蜍或蛙的坐骨神经干标本。
　　2．按图 2-14 安装连接电生理仪器。注意：①刺激器的“刺激方式”旋 钮拨至“连续两次”，用“B 时间”选择开关调节成对脉冲的周期，用“延 迟”旋钮调节成对脉冲之间的间隔时间；②刺激器的输出同时接在神经屏蔽 盒的刺激电极和示波器的下线输入端上，以便观察刺激脉冲的位置和振幅。
3．调节刺激器“延迟”旋钮，使双次脉冲之间的时间间隔约为 20ms。
4．调节刺激器“强度”旋钮，找出刚好获得最大动作电位的刺激强度。
　　5．维持同样刺激强度，调节“延迟”旋钮，逐渐缩短双次脉冲之间的时 间间隔，使第二个动作电位逐渐向第一个动作电位靠近。从一定的“延迟” 开始，第二个刺激所引起的动作电位振幅开始降低，说明第二个刺激落入第 一次兴奋后的相对不应期。
6．继续缩短双次脉冲之间的时间间隔，最后，第二个动作电位完全消失，
表明此时第二个刺激开始落入第一次兴奋后的绝对不应期。观察并按比例地 绘制动作电位的波形。
【思考题】
1．绝对不应期的长短有什么生理意义？
　　2．什么是绝对不应期和相对不应期？如何进一步证明它与刺激强度的关 系。
（解景田）


实验 10 骨骼肌纤维动作电位的测定

【目的要求】
1．学习用标准玻璃微电极技术测定单肌纤维动作电位的方法。
2．观察单个骨骼肌纤维跨膜动作电位的基本特征。
【基本原理】 神经和肌肉纤维的电活动包括安静时的静息电位和兴奋时的动作电位。
在静息状态下，肌细胞膜表面的任何两点都是等电位的，但细胞膜内、外却 存在明显的电位差，此即为静息电位。当肌细胞受到刺激而发生兴奋时，膜 内外的电位发生可扩布的变化，称为动作电位。
　　应用标准玻璃微电极技术，把尖端直径小于 1μm 的玻璃微电极（引导电 极）插入肌细胞内，把无关电极置于细胞外，以观察和测定肌细胞的静息电 位和动作电位。
【动物与器材】 蟾蜍或蛙、常用手术器械、示波器、微电极放大器、电子刺激器、刺激
隔离器、微操纵器、解剖显微镜、屏蔽实验台、玻璃微电极拉制器、毛坯玻 璃管、肌槽、Ag-AgCl 乏极化电极、无关电极、锌铜弓、1cm 长的不锈钢针若 干、任氏液。

【方法与步骤】
　　1．玻璃微电极的制备按第一章玻璃微电极一节中的要求，进行微电极的 拉制和充灌 3mol/LKCl 溶液。微电极的阻抗可在实验前用电子管电压表测 量，也可在开始实验时用微电极放大器进行测量。本实验要求玻璃微电极的 阻抗约为 10—20MΩ。制备好的微电极要妥善保存，以避免折断尖部或溶液 蒸发。
2．坐骨神经-缝匠肌标本的制备按实验 2 的步骤制备蟾蜍或蛙的坐骨神
经-缝匠肌标本。将标本移入放有任氏液的肌槽内，缝匠肌内侧面向上，用不 锈钢针将耻骨端固定于肌槽的一侧，另一端拉紧结扎线，将肌肉伸长到原来
的 1.2—1.5 倍，并用钢针固定。将坐骨神经轻轻搭在肌槽的刺激电极上。
3．实验仪器的连接与参数的调整
　　（1）刺激系统按图 2－14 连接刺激系统，包括刺激器、隔离器和肌槽上 的刺激电极。刺激器采用“手控”，“波宽”为 0.1—0.2ms，刺激强度以肉 眼可见到肌肉稍有收缩为准。
　　（2）探测系统包括玻璃微电极、无关电极以及微操纵器（图 2－15）。 将制备好的玻璃微电极放入微操纵器的夹持器内，把一根与微电极放大器探 头正极相连的 Ag－Agcl 乏极化电极插入玻璃微电极的 KCl 溶液内。调节微操 纵器的水平位移旋钮，使玻璃微电极正置于待插肌纤维的上方。再调节垂直 位移粗调。使微电极尖端进入靠近肌纤维的任氏液内。与微电极放大器探头 负极相连的无关电极插入肌槽的任氏液内。
（3）按图 2－16 连接微电极放大器和示波器。放大器的“增益”置于 1
倍，其探头应尽量靠近肌槽。示波器从以“DC”双端输入，“灵敏度”为
20mV/cm。记录静息电位时，用连续扫描，

时基为 0.5—2s/cm。记录动作电位时，用外触发扫描。
　　4．玻璃微电极阻抗的测定开启放大器“校正”开关，向示波器输入校正 信号，测定微电极的阻抗。如阻抗＜10KΩ，需要换玻璃微电极。
5．单肌纤维静息电位的观察调节微操纵器垂直位移细调，将微电极尖端
刺入肌纤维内，此时监听器的音调发生突然变化，同时示波器的扫描线也同 步下移，此即为单肌细胞膜内、外的电位差——静息电位。测量静息电位的 数值，调节微操纵器，将微电极移出肌纤维，则示波器扫描线回至零电位。 注意：当微电极刺穿肌纤维或微电极尖端折断时，扫描线也返回零位线。
6．单肌纤维动作电位的观察微电极刺入肌纤维，静息电位基本稳定后，
开放电子刺激器，以二倍阈强度刺激坐骨神经，此时即出现可扩布性的电位 变化——动作电位（图 2-17）。扫描线由静息电位上升至零电位，并出现超 射现象，而后恢复到静息电位水平。观察动作电位的波形，测量动作电位的 振幅和持续时间。

【思考题】
1．在固定缝匠肌标本时，为什么要将肌纤维适当拉长？
2．如果单肌纤维动作电位不能稳定，试分析其原因？
3．如果改变任氏液中的 K+浓度，动作电位会发生什么变化？为什么？
（解景田）

实验 11 终板电位的测定

【目的要求】
1．学习测定骨骼肌终板电位的实验方法。
2．观察终板电位和微终板电位的波形。
【基本原理】
　　在神经-肌肉接点的传递过程中，既有化学因素也有电学因素参与。当神 经冲动（动作电位）到达运动神经末梢时，细胞膜去极化，通透性发生变化， 细胞外液中的 Ca2+进入神经末梢，促使大量突触小泡同时向突触间隙释放乙 酰胆碱，与终膜外表面的蛋白质受体相结合，出现许多小终板电位（minuteend
－platepotential，简写 MEPP）。这些小终板电位综合起来，形成了终板电 位（end－PlatePotential，简写 EPP）。当终板电位达到约 40mV 时，肌膜 便产生可扩布的动作电位，最后引起肌肉收缩。
　　实验采用电生理学方法，将玻璃微电极插入终板区的肌肉纤维内，观察 终板电位。但在正常情况下，由于肌肉纤维动作电位的干扰，终板电位不易 观察。如用箭毒处理肌肉标本，由于箭毒能与乙酰胆碱争夺终膜上的受体， 使乙酰胆碱失去传递兴奋的能力，从而阻滞神经-肌肉接点处的兴奋传递作 用，这就可以在没有动作电位干扰的条件下观察终板电位。
【动物与器材】
除同实验 10 外，另需配制 5×10-6mol/L 管箭毒碱（d-tubo-curarine）。
【方法与步骤】
1．按实验 2 制备坐骨神经-缝匠肌标本。用锌铜弓检查后置于任氏液内
5min。
　　2．按实验 10 安装、连接、调试仪器装置。刺激器采用手控单脉冲或双 脉冲信号，波宽 0.1－0.2ms。示波器采用“DC”双端输入，外触发扫描，“灵 敏度”为 10—20mV/cm，时基 5ms/cm。
3．微终板电位的观察借助解剖显微镜，找到在缝匠肌内表面走行的神经
分支。调节微操纵器的水平和垂直位移旋钮，将微电极插入神经末梢刚刚消 失的部位，即可看到缝匠肌的静息电位（约-90mV）。提高示波器的灵敏度（约
为 0.5—1mV/cm），可看到在静息电位的基础上出现微小的电位变化，这就
是自发的微终板电位。在此基础上，反复移动微电极的位置，直至得到振幅 最大的微终板电位。
4．终板电位的观察开启电子刺激器，刺激神经，示波器即显示终板电位。
反复移动微 电极的插入部位，找到振幅最大的终板电位。注意：在电位的上升支上有一 个转折，转折下部为终板电位，转折上部为肌纤维的锋电位。
　　5．箭毒的阻滞作用向肌槽中灌流 5×10-6mol/L 管箭毒碱，开启刺激器， 刺激神经，借助解剖显微镜观察肌肉的收缩反应，可以看到肌肉收缩的强度 逐渐减弱，最后消失。但为了避免箭毒的作用过深，影响实验观察，当刺激 神经仅仅引起肌肉极微弱的收缩时，即可停止管箭毒碱的灌流，并用任氏液 冲洗。在整个实验过程中，注意观察电位变化，直至得到单纯的终板电位（图
2-18）。
【思考题】
1．终板电位有什么生理特征？试设计几个实验加以证明。

　　2．如加入胆碱酯酶抑制剂，如依色林、新斯的明等，终板电位会发生什 么变化？为什么？
（解景田）第三章 血液

实验 12 红细胞比容的测定


【目的要求】 学习测定红细胞比容的方法。
【基本原理】 从血管中抽出血液，放入加有抗凝剂的玻璃管中混匀，经离心沉淀后，
管中的血液分为两层：上层是淡黄色的透明液体——血浆；下层是挤压得很 紧的呈暗红色的红细胞。红细胞在血液中所占的容积百分比，称为红细胞比 容。健康成年人的红细胞比容约为 40—50%。严重贫血时可下降至 15%，红细 胞增多症患者则上升到 70%。
【实验器材】 刺血针、离心机、酒精棉球、草酸盐抗凝剂。
【方法与步骤】
　　1．配制抗凝剂测定红细胞比容需注意选择抗凝剂，一般采用草酸盐抗凝 剂，其配制方法如下：草酸铵 1.2g、草酸钾 0.8g、40%甲醛溶液（防止霉菌 生长）1ml、加蒸馏水至 100ml。将抗凝剂溶液 0.1ml 吸入毛细管中，待溶液 水分自然蒸发或稍加温烘干后使用。
2．一般使用刺血针（图 3－1）采血。使用时，先旋转螺旋鞘，调节针
刃长度约 2—3mm，用酒精棉球消毒刺血针针刃。再将另一端的拉手拉出，用 侧面的闭锁机将其固定，外露的针刃亦被拉入螺旋鞘内，这时即可使用。
通常多用耳垂边缘或左手无名指指端部位采血。采血前，先用酒精棉球
擦拭采血部位，进行消毒。待酒精挥发后，即可将准备好的刺血针的螺旋鞘 尖端紧压采血部位，迅速以拇指按动闭锁机，针刃即可借弹簧的力量射出， 刺破皮肤。注意：不要用力挤压，让血液自动流出。用干棉球将第一滴血擦 去，待第二滴血流出较多时，以一经抗凝剂处理的毛细管末端接触血滴，握 管于水平位置，让血液流入管内，直至充满管的 3/4。
3．用密封剂把毛细管的一端封住，形成一塞子，然后将毛细管的塞子向
上放入离心机中，调节离心机的转速为 3000 转/min，离心 5min。
　　4．离心后，测定红细胞柱的高度（mm）及细胞加血浆的高度，然后按下 面公式计算比容，并填入实验报告。



比容（% ） =

【思考题】

红细胞的高度（mm）
红细胞 + 血浆高度（mm）

×100

1．测定红细胞比容有哪些实际意义？
2．吸血入毛细管时如何防止有气泡？




（谢申玲）



实验 13 红细胞沉降率的测定

【目的要求】 学习测定红细胞沉降率的方法。
【基本原理】 血液加抗凝剂后，吸入一血沉降管内，静置一小时后，观察红细胞下沉
的 mm 数，称为红细胞沉降率。它是以血浆层的高度来决定，血浆层越高，表 示沉降率越快。红细胞沉降率的正常标准，随测定方法而异。如成年人血液 的正常沉降率，韦（Westergren）氏法：男 0—15mm/h、女 0—20mm/h；潘（П аиченков）氏法：男 5—10mm/h、女 6—12mm/h。红细胞的沉降明显 分成三个时期：形成缗钱状红细胞簇，迅速下沉及最后聚集。缗钱状是红细 胞叠连成串，红细胞的形态未引起不正常。红细胞的大小和数目影响聚集期。 贫血症患者的沉降率增加；红细胞增多症患者的沉降率减少；月经及怀孕期 的沉降率比正常高。
【实验器材】 刺血针、酒精棉球、血沉降管、血沉降管架、小表面皿、5%柠檬酸钠。
【方法与步骤】潘氏微量法
　　1．血沉管的刻度由上至下为 0—100mm，内径 1mm，容积约 0.15ml。刻 度“0”处有“K”标志，50mm 处有“P”标志。用前先以 5%柠檬酸钠冲洗一 次。
2．吸 5%柠檬酸钠至刻度“P”处，吹入小表面皿中。
　　3．穿刺手指或耳垂采血，擦去第一滴血，将血沉管两次取血至刻度“K” 处，迅速吹入有抗凝剂的小麦面皿中，充分混合。
4．以血沉管吸取表面皿中混匀的抗凝血液至“K”处，擦净管尖血液，
直立并固定于血沉管架上。
5．一小时后观察结果，记录血沉管中血浆层的高度。
【思考题】
1．引起红细胞沉降的原理是什么？
2．论述各种影响红细胞沉降率的因素。
（谢申玲）


实验 14 红细胞的溶解——溶血作用

【目的要求】
1．学习引起红细胞溶解的各种实验方法。
2．观察红细胞的溶血现象。
【基本原理】
　　红细胞在高渗 NaCl 溶液中，会失去水分发生皱缩；在低渗 NaCl 溶液中， 会因过多水分进入红细胞而膨胀，甚至破裂，使血红蛋白释出，称为红细胞 溶解。红细胞对低渗溶液具有不同的抵抗力，即红细胞具有不同的脆性，对 低渗溶液抵抗力小，表示红细胞的脆性大，对低渗溶液抵抗力大，则表示红 细胞的脆性小。
　　各种有机溶剂、酸、碱等都会使红细胞的膜发生溶解，称为红细胞的化 学性溶血。
一、渗透性溶血——红细胞渗透脆性的测定
【动物与器材】

　　兔、3%红细胞混悬液、离心机、2ml 注射器、5ml 试管 10 支、5ml 吸管 3 支、试管架、滴管、洗耳球、3.8%柠檬酸钠、1%和 2%NaCl 溶液。
【方法与步骤】
　　1.3%红细胞混悬液的制备取兔血 2ml，加入盛有 3.8%柠檬酸钠溶液0.2ml 的离心管中，混合，放入离心机中，转速 3000 转/min，离心 5 分钟。取出后， 弃去上清液，加入生理盐水混合后再离心，然后除去上清液。同法重复一次， 即得洗涤之红细胞。用生理盐水配成 3%混悬液备用。
　　2．取试管 10 支，从 1—10 分别标记后，排列在试管架上，按表 3－1 配制各种浓度的 NaCl 溶液。
表 3－110 支试管中分别盛各种浓度的 Nacl 溶液
试 液 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 1%Nacl(ml) 1.2 1.4 1.6 1.8 2.0 2.2 2.6 3.6 4.0 2%Nacl(ml) 4.0 蒸馏水(ml) 2.8 2.6 2.4 2.2 2.0 1.8 1.4 0.4 溶液浓度(%) 0.30 0.35 0.40 0.45 0.50 0.55 0.60 0.9 1.0 2.0

3．每支试管放入兔 3%红细胞混悬液 1—2 滴，摇匀，静置半小时后即可
观察各试管之溶血现象。
　　4．管内液体变红而透明者，称完全溶血。记录开始完全溶血管之溶液浓 度，这代表红细胞的最高抵抗力，即最小脆性，正常为 0.35—0.30%NaCl 溶 液，通常以这个数值表示红细胞的渗透脆性。
5．管内液体混浊，上层带红色者，称不完全溶血。记录开始不完全溶血
管之溶液浓度，这代表红细胞的最低抵抗力，即最大脆性，正常约为
0.45%NaCl 溶液。
6．管内液体分两层，上层浅黄色透明，下层红色不透明者，称不溶血。
二、化学性溶血
【动物与器材】
兔、3%红细胞混悬液、5ml 试管 4 支、2ml 吸管 5 支、0.9%NaCl、
0.1mol/LHCl、0.1mol/LNaOH、乙醚或氯仿。
【方法与步骤】
　　1．取试管 4 支，各盛兔 3%红细胞混悬液 2ml，分别加入下列溶液中，并 观察红细胞在各试管中的溶解现象。
(1)0.9%NaCl1ml
　(2)乙醚或氯仿 0.2ml (3)0.1mol/LHCl1ml (4)0.1mol/LNaOH1ml
　　2．半小时后、观察各试管之溶血情形，颜色、透明度。分别记录并解释 产生溶血的机理。
【思考题】
1．为什么在科研实验或临床上需用各种浓度生理盐水？
2．产生渗透性溶血与化学性溶血的机理有什么不同？
　　3．根据溶血程度，找出家兔红细胞对低渗溶液的最大抵抗力与最小抵抗 力。
（谢申玲）


实验 15 血红蛋白含量的测定


【目的要求】 掌握比色法测定血红蛋白含量的方法。
【基本原理】 测定血红蛋白含量的方法很多，实验常用比色法。其原理是在一定量的
血液中，血红蛋白经少量盐酸的作用，使亚铁血红素变成高铁血红素，呈现 较稳定的棕色。用水稀释后与标准色比较，求出每 100ml 血液中所含的血红 蛋白克数。正常成年男子每 100ml 血液平均含 14.4g，女子为 13.1g。
【实验器材】 血红蛋白计、0.1mol/LHCl、刺血针、滤纸片、酒精棉球、乙醚、95%酒
精、蒸馏水。
【方法与步骤】
　　1．血红蛋白计包括①标准比色架，架的两侧镶有两个棕色标准玻璃色 柱。②血红蛋白稀释管，有方形也有圆形的。两侧有刻度，一侧以 g 为计数 单位，对侧以百分率计，按我国情况，是以每 100ml 血液内含血红蛋白 14.5g
为 100%。③20mm3 血红蛋白吸管，还有玻璃棒、滴管（图 3-2）。
2．用滴管加 0.1mol/LHCl 于血红蛋白稀释管内，到刻度 10 处。
　　3．用刺血针刺破指尖采血，血滴宜大些。用血红蛋白吸管的尖端接触血 滴，吸血至刻度 20mm3 处（0.02ml）。
4．用滤纸片或棉球擦净吸管口周围的血液，将吸管插入血红蛋白稀释管
的盐酸内，轻轻吹出血液至管底部，反复吸入并吹出稀释管内上层的盐酸， 洗涤吸管多次，使吸管内的血液完全洗入稀释管内。摇匀或用小玻璃棒搅匀 后，放置 10min，使盐酸与血红蛋白充分作用。
5．把稀释管插入标准比色架两色柱中央的空格中，使无刻度的两侧面位
于空格的前后方，便于透光和比色。
　　6．用滴管向稀释管内逐滴加入蒸馏水（每加一滴要搅拌），边滴边观察 颜色，直至颜色与标准玻璃色柱相同为止。稀释管上液面的刻度读数即为每
100ml 血液血红蛋白的克数。
【注意事项】
1．吹血液入稀释管及洗净吸管时，不宜用力过猛。
　　2．蒸馏水需逐滴加入，多做几次比色，以免稀释过量。每次比色时，应 将搅拌用的玻璃棒取出，以免影响比色。
　　3．由于操作过程过长而造成吸管内血液凝固，堵塞管孔时，则要按下列 溶液的顺序重复冲洗吸管，即用水→95%酒精→乙醚或丙酮。
【思考题】
1．血液中血红蛋白含量的多少是否能反映机体的健康状况？为什么？
2．测定血红蛋白的实际意义是什么？
（谢申玲）


实验 16 血细胞的计数


【目的要求】

学习红细胞、白细胞计数的方法。
【基本原理】 血液中血细胞数的计算是使用血细胞计数板。而且要用适当的溶液将血
液稀释后，放入计数板的计数室内，在显微镜下计算一定容积血液稀释液中 的血细胞个数，再将所得结果换算为 1mm3 血液中的血细胞个数。
【动物与器材】
　　兔、血细胞计数板、血红蛋白吸管、1ml 和 5ml 吸管、表面皿、显微镜、 刺血针、酒精棉球、红细胞稀释液、白细胞稀释液、95%酒精、乙醚、1%氨水。
【方法与步骤】
　　1．采血及稀释用 1ml 吸管吸取 0.38ml 白细胞稀释液放入表面皿内备用， 另用 5ml 吸管吸取 3.98ml 红细胞稀释液放入表面皿内备用。
　　用酒精棉球消毒兔的耳缘静脉采血部位，用刺血针刺破血管，让血液自 然流出，擦去第一滴血，待流出第二滴血时，用血红蛋白吸血管吸血至刻度
20mm3 处，将血液吹入盛有白细胞稀释液的表面皿内，吸上清液冲洗沾在管壁 上的血液。立即将吸管洗净和干燥备用。再用同样方法吸取血液至刻度 20mm3 处，并将血液吹入盛有红细胞稀释液的表面皿内，轻轻摇匀。2．血细胞计数 板的结构计数板是一块特制的长方形厚玻璃板，板面的中部有 4 条直槽，内 侧两槽中间有一条横槽把中部隔成二长方形的平台（图 3-3）。此平台比整 个玻璃板的平面低 0.1mm，当放上盖玻片后，平台与盖玻片之间距离（即高 度）为 0.1mm。平台中心部分各以 3mm 长，3mm 宽精确划分为 9 个大方格，称 为计数室（图 3-4），每个大方格面积为 1mm3，体积为 0.1mm3。四角的大方 格，又各分为 16 个中方格，适用于白细胞计数。中央的大方格则由双线划分
为 25 个中方格，每个中方格面积为 0.04mm3，体积为 0.004mm3。每个中方格
又各分成 16 个小方格，适用于红细胞计数。 稀释后的血液滴入计数室前将表面皿摇振 1-2min。将盖玻片放在计数板
正中，用小吸管吸取摇匀的稀释血液，将一小滴血液滴在盖玻片边缘的玻片
上，使稀释血液借毛细管现象而自动流入计数室内。如滴入过多，溢出并流 入两侧深槽内，使盖玻片浮起，体积改变，会影响计数结果，需用滤纸片把 多余的溶液吸出，以深槽内没有溶液为宜。如滴入溶液过少，经多次充液， 易造成气泡，应洗净计数室，干燥后重做。红细胞和白细胞的计数，各使用 一计数室。
3．计数血液稀释液滴入计数室后，须静置 2-3min，然后在低倍显微镜
下计数。计数白细胞时，数四角 4 个大方格的白细胞总数；计数红细胞时， 数中央大方格的四角的 4 个中方格和中央的一个中方格（共 5 个中方格）的 红细胞总数。计数时应循一定的路径，对横跨刻度上的血细胞，依照“数上 不数下，数左不数右”的原则进行计数（图 3-5）。计数白细胞时，如发现 各大格的白细胞数目相差 8 个以上；计数红细胞时，如各中方格的红细胞数 目相差 20 个以上，表示血细胞分布不均匀，必须把稀释液摇匀后重新计数。
4．计算
　　白细胞数：将 4 个大方格内数得白细胞总数乘以 50，即得每 mm3 血内的 白细胞总数，因为：
　　(1)稀释液 0.38ml 加入血 20mm3（1ml=1cm3=1000mm3，故 20mm3=0.02ml）， 使血液稀释 20 倍，换算成未稀释血时应乘以 20。
(2)计数四角上 4 个大方格内的白细胞总数，其容积为 1×1×0.1×

4=0.4mm3。换算成每 mm3 时应乘以 2.5。这样把 4 个大方格内数得的白细胞总 数乘以 50（即 20×2.5=50）即为每 mm3 血内的白细胞总数。
红细胞数：将中央大方格中的 5 个中方格内数得的红细胞总数乘以 10，
000，即得每 mm3 血内红细胞总数。因为：
　　(1)稀释液 3.98ml 加入血 20mm3（即 0.02ml），使血液稀释 200 倍，换 算成未稀释血要乘以 200。
(2)在计数室内只计数 0.02mm3 （即 1 个中方格的容积为 0.2×0.2×
0.1=0.004mm3，5



个中方格的容积为 0.004×5=0.02mm3），换算成每 mm3 时应乘以 50。
这样把 5 个中方格内数得的红细胞总数乘以 10，000（即 200×50=10，
000）即得每 mm3 血液内的红细胞总数。
【思考题】 小结在操作过程中，哪些因素可能影响计数的准确性？
【附】 一、仪器清洁法
1．吸管洗涤法弃去吸管内的血液稀释液，然后重复吸入并吹出蒸馏水数
次，再吸入与吹出 95%酒精一次，以洗去管内水分。最后吸入与吹出乙醚一 次。注意：这些步骤都不应用口吹吸，而用泵抽吸。如吸管内存有血凝块， 可置于 1%氨水中浸泡，待血块溶解脱落后再用流水清洗，并按上述步骤洗 涤。
2．计数板及盖玻片洗涤法计数完毕，应立即用清水冲洗、晾干，然后用
擦镜纸擦干净。

二、血细胞稀释液配制法
1．白细胞稀释液
冰醋酸（破坏红细胞） 1.5ml
1%龙胆紫（染白细胞核，便于计数） 1ml
蒸馏水加至 100ml
2．红细胞稀释液
NaCl（维持渗透压） 0.5g Na2SO4（使溶液比重增加，红细胞均匀分布不易下沉） 2.5g HgCl2（固定红细胞并防腐） 0.25g
　　蒸馏水 加至 100ml 三、红、白细胞计数专用吸管 这种吸管用于吸取血液并加以稀释，共有两支（图 3-6），分别用于红
细胞和白细胞计数。在吸管的毛细管部分，两支均有 0.5 和 1 两个刻度。在 膨大部分上端，两支吸管的刻度不同，用于红细胞计数者为 101，用于白细 胞计数者为 11。刻度表示吸管各段的容积比例。在使用红细胞计数吸管时， 如先吸取血液至刻度 0.5，再吸稀释液至 101，则血液被稀释 200 倍。在使用 白细胞计数吸管时，如吸取血液至 0.5，再吸取稀释液至 11，则稀释 20 倍。 如吸取血液至 1，则稀释倍数减半。吸管的膨大部分内有一粒小玻璃砂，供 稀释血液时搅拌之用。

（谢申玲）


实验 17 出血时间及凝血时间的测定


【目的要求】 学习测定出血、凝血时间的方法。
【基本原理】 出血时间是指从出血时起至血液在创口停止流出时止所需的时间，用以
检查凝血过程是否正常。凝血时间是指从血液流出体外时起至凝固时止所需 的时间，用以检查血凝过程的快慢。
【实验器材】 刺血针、秒表、小滤纸条、酒精棉球、碘酒、毛细玻璃管（长约 10cm，
内径 0.8-1.2mm）。
【方法与步骤】
　　1．出血时的测定用酒精棉球将指尖皮肤消毒，再用无菌干棉球擦干。用 刺血针穿刺手指约 2—3mm 深，让血流自然流出，勿用手挤压。从穿刺后开始 每隔半分钟用滤纸吸去血滴一次（不要触及皮肤），直到血流停止，计数血 滴可知出血时间。通常第一滴血血迹直径应在 1—2cm。此法正常值为 1—
3min。
　　2．凝血时的测定——毛细管法穿刺指尖，让血自然流出，擦去第一滴血。 用毛细玻璃管吸取第二滴血，直至充满管腔为止，立即记录时间。每隔半分 钟折断毛细玻璃管一小段，约 5—10mm，直至两段玻管之间有血丝连接时， 表示血液已经凝固，此段时间即为凝血时间。正常值为 2—7min。
【注意事项】
　　测定时，最好将毛细管两端用胶泥封闭，置于 37℃水溶中，以保持温度 恒定。
【思考题】
1．血液从伤口流出，为什么会凝固？
2．测定止血与凝血时间有何实际意义？
（谢申玲）


实验 18 ABO 血型鉴定

【目的要求】
1．学习辨别血型的方法。
2．观察红细胞凝集现象，掌握 ABO 血型鉴定的原理。
【基本原理】 血型是指红细胞的血型，是根据红细胞膜外表面存在的特异性抗原（镶
嵌于红细胞膜上的糖蛋白和糖脂）来确定的，这种抗原或凝集原是由遗传决 定的。抗体或凝集素存在于血清中，它与红细胞的不同抗原起反应，产生凝 集，最后溶解，由于这种现象，临床上在输血前必须注意鉴定血型，以确保 安全输血。通常输血反应中大多数注意 ABO 血型系统。
【实验器材】
显微镜、载玻片、刺血针、消毒牙签、A 型和 B 型标准血清、生理盐水、

酒精棉球。

【方法与步骤】
1．取一块清洁玻片，用蜡笔划上记号，左上角写 A 字，右上角写 B 字。
　　2．用小滴管吸 A 型标准血清（抗 B）一滴加入左侧，用另一小滴管吸 B 型标准血清（抗 A）一滴加入右侧。
　　3．穿刺手指取血，玻片的每侧各放入一小滴血，用牙签搅拌，使每侧抗 血清和血液混和。每边用一支牙签，切勿混用。
　　4．静置室温下 10—15min 后，观察有无凝集现象，假如只是 A 侧发生凝 集，则血型为 B 型；若只是 B 侧凝集，则为 A 型；若两边均凝集，则为 AB 型；若两边均未发生凝集，则为 O 型（图 3-7）。这种凝集反应的强度因人 而异，所以有时需借助显微镜才能确定是否出现凝集。
【思考题】
1．根据自己的血型，说明你能接受和输血给何种血型的人，为什么？
2．如何区别血液的凝集与凝固，其机理是否一样？
（谢申玲）第四章 循环

实验 19 蛙类心搏过程的观察与描记

【目的要求】
1．学习暴露蛙类心脏的方法，熟悉心脏的结构。
2．观察心脏各部分自动节律性活动的时相及频率。
3．学习在体蛙类心脏活动的描记方法。
【基本原理】 两栖类动物的心脏为两心房、一心室，心脏的起搏点是静脉窦。静脉窦
的自动节律最高，心房次之，心室最低。正常情况下，心脏的活动节律服从
静脉窦的节律，其活动顺序为：静脉窦、心房、心室。这种有节律的活动可 以用机械方法或通过换能器记录下来，称为心搏曲线。
【动物与器材】
　　蟾蜍或蛙、常用手术器械、蛙板、蛙腿固定夹、蛙心夹、记纹鼓与通用 杠杆或记录仪与张力换能器、秒表、滴管、培养皿、棉线、任氏液。
【方法与步骤】
　　1．暴露心脏取蟾蜍一只，双毁髓后背位固定于蛙板上。左手持手术镊提 起胸骨后方的皮肤，右手持金冠剪剪开一个小口，然后将剪刀由开口处伸入 皮下，向左、右两侧下颌角方向剪开皮肤。将皮肤掀向头端，再用手术镊提 起胸骨后方的腹肌，在腹肌上剪一口，将金冠剪紧贴胸壁伸入胸腔（勿伤及 心脏和血管），沿皮肤切口方向剪开胸壁，剪断左右乌喙骨和锁骨，使创口 呈一倒三角形。左手持眼科镊，提起心包膜。右手用眼科剪刀剪开心包膜， 暴露心脏。
　　2．观察心脏的结构从心脏的腹面（图 4-1）可看到一个心室，其上方有 两个心房，房室之间有房室沟。心室右上方有一动脉圆锥，是动脉根部的膨 大。动脉干向上分成左右两分支。用蛙心夹夹住少许心尖部肌肉，轻轻提起 蛙心夹，将心脏倒吊，可以看到心脏背面有节律搏动的静脉窦（图 4-2）。 在心房与静脉窦之间有一条白色半月形界线，称为窦房沟。前、后腔静脉与
　　
左、右肝静脉的血液流入静脉窦。
　　3．观察心搏过程仔细观察静脉窦、心房及心室收缩的顺序和频率。在主 动脉干下方穿一条线，将心脏翻向头端，看准窦房沟，沿窦房沟作一结扎， 称为斯氏第一结扎。观察心脏各部分搏动节律的变化，用秒表计数每分钟的 搏动次数。待心房和心室恢复搏动后，计数其搏动频率。然后在房室交界处 穿线，准确地结扎房室沟，称为斯氏第二结扎。待心室恢复搏动

后，计数每分钟心脏各部分的搏动次数。将记录填入表 4-1。
表 4-1 斯氏结扎记录表
项 目 频 率 (次 min) 静脉窦 心 房 心 室 对 照 第一结扎 第二结扎

4．记录心搏曲线按步骤 1 暴露另一只蟾蜍的心脏，用系线的蛙心夹夹住
少许心尖部肌肉（图 4-2）。蛙心夹的系线与通用杠杆或张力换能器相连， 用记纹鼓或记录仪记录心搏曲线（图 4-3）。仔细观察曲线各波与心脏各部 位活动的关系。
【思考题】
1．斯氏第一结扎后，房室搏动发生什么变化，为什么？
2．斯氏第二结扎后，房室搏动频率有何不同，为什么？
3．怎样证明两栖类心脏的起搏点是静脉窦？
（赵静）


实验 20 蛙类心脏机械活动与电活动的关系


【目的要求】 了解心脏的电活动与机械收缩活动的关系。
【基本原理】
　　心脏的收缩活动与心肌兴奋的产生、传导和恢复过程中的生物电变化是 不同的两个生理过程。心脏的收缩活动可以通过心搏曲线记录下来，而心肌 的生物电变化可以通过心电图表现出来。同时记录心脏的机械活动与电活 动，可以清楚地观察到两个生理过程之间的联系。
【动物与器材】 蟾蜍或蛙、常用手术器械、蛙心夹、蛙板、记录仪（附有心电图机插件）、
张力换能器、4 个金属针头、滴管、棉线、任氏液。
【方法与步骤】
　　1．取一只蟾蜍或蛙，按实验 19 暴露心脏。用蛙心夹夹住心尖部，将蛙 心夹上的系线绕过一个滑轮与张力换能器相连（心脏不离开胸腔，避免心室 吊起来）。调节描记笔，记录心搏曲线。
2．调节心电记录笔与心搏曲线记录笔在一条垂直线上，将导联线按规定
（左上肢接黄色线，右上肢接红色线；左下肢接绿色线，右下肢接黑色线）

通过针头分别插入四肢皮下。打开心电图插板的开关，观察Ⅱ导联是否有心 电信号。如果信号不大，可调节增益旋钮及心脏的位置，直到出现明显的心 电信号。
　　注意：调节心脏部位时，必须先关闭记录笔，以免损坏仪器。3．启动走 纸开关，以 20mm/s 的速度记录心搏曲线与心电图（图 4-4）。


　　4．仔细观察心电图的 P 波与心房收缩波、QRS 波群与心室收缩波在时间 上有什么关系。
【思考题】
　　1．分析实验结果，说明为什么 P 波早于心房收缩波、QRS 波群早于心室 收缩波？2．根据学过的理论，说明心脏发生收缩反应之前的生理过程。
（赵静）

实验 21 蛙类心室的期外收缩与代偿间歇

【目的要求】
1．观察心室在收缩活动的不同时期对额外刺激的反应。
2．了解心肌兴奋性的变化及代偿间歇的发生机理。
【基本原理】 心肌的机能特征之一是具有较长的不应期，绝对不应期几乎占整个收缩
期。在心室收缩期给以任何刺激，心室都不发生反应。在心室舒张期给以单
个阈上刺激，则产生一次正常节律以外的收缩反应，称为期外收缩。当静脉 窦传来的节律性兴奋恰好落在期外收缩的收缩期时，心室不再发生反应，须 待静脉窦传来下一次兴奋才能发生收缩反应。因此，在期外收缩之后，就会 出现一个较长时间的间歇期，称为代偿间歇。
【动物与器材】
　　蟾蜍或蛙、常用手术器械、蛙板、蛙心夹、单电极或双电极、记纹鼓及 通用杠杆或记录仪及张力换能器、刺激器或多用仪、橡皮泥或电极支架、滴 管、任氏液
【方法与步骤】
　　1．将蟾蜍双毁髓后按实验 19 暴露心脏，背位固定于蛙板上。用系线的 蛙心夹夹住少许心尖肌肉。将系线固定在通用杠杆上（图 4-5）。描记笔杆 下方依次安装刺激标记和记时标记电磁标。3 支笔尖要在一条垂直线上。电 极安放在心室外壁，使之既不影响心搏又能同心室紧密接触。用橡皮泥或电 极支架固定电极柄。如果用单电极刺激，则将正极固定在心室壁上，无关电 极夹在胸壁肌肉上。刺激电极与多用仪的刺激输出端相连，刺激电磁标和记 时电磁标分别与多用仪的同名插孔相连。用记录仪记录时，蛙心夹上的系线 与张力换能器相连。

2．开动慢鼓，记录正常心搏曲线作为对照。
　　3．选择刚能引起心室发生期外收缩的刺激强度（于心室舒张期调试）， 分别在心室收缩的收缩期和舒张期给予单个刺激，观察心搏曲线有无变化（图
4-6，4-7）。
4．以同等刺激强度，分别在心室舒张的早期、中期和晚期给予单个刺激，

观察心搏曲线的变化。





【思考题】
1．实验结果说明心肌的哪些生理特性？
2．心肌的不应期较长有何生理意义？





（赵静）



实验 22 蛙类离体心脏灌流

【目的要求】
1．学习斯氏或八木氏离体蛙心灌流法。
2．观察 Na+、K+、Ca2+及肾上腺素、乙酰胆碱等对离体心脏活动的影响。
【基本原理】 心肌具有自动节律性收缩活动的特性，可用人工灌流的方法研究心脏活
动的规律及其特点，还可通过改变灌流液的成分或加入某些药物来观察其对 心脏活动的影响。
【动物与器材】
　　蟾蜍或蛙、蛙心套管（斯氏套管或八木氏套管）、常用手术器械、蛙心 夹、套管夹、记纹鼓及通用杠杆或记录仪与张力换能器、万能滑轮、多用仪 或刺激器、蜡盘、滴管、培养皿或小烧杯、任氏液、5%NaCl 溶液、2%CaCl2
溶液、1%KCl 溶液、1∶100000 肾上腺素溶液、1∶1000000 乙酰胆碱溶液、
300u/ml 肝素溶液。
【方法与步骤】
1．离体蛙心的制备制备离体蛙心的方法有两种。 (1)斯氏蛙心插管法取一只蟾蜍或蛙，双毁髓后背位置于蜡盘中，按实验
19 暴露心脏。仔细识别心脏周围的大血管（参见图 4-1，4-2）。在左主动脉
下方穿一线，距动脉圆锥 2-3mm 处结扎。再从左、右两主动脉下方穿一线， 打一活结备用。左手提起左主动脉上的结扎线，右手用眼科剪在动脉圆锥前 端，沿向心方向剪一斜口，然后将盛有少量任氏液（内加入一滴肝素抗凝） 的斯氏蛙心套管由此开口处插入动脉圆锥（图 4-8）。当套管尖端到达动脉 圆锥基部时，应将套管稍稍后退，使尖端向动脉圆锥的背部后方及心尖方向 推进。经主动脉瓣插入心室腔内（于心室收缩时插入）。不可插得过深，以 免心壁堵住套管下口。此时可见套管中液面随心脏搏动而上下移动，用滴管 吸去套管中的血液，更换新鲜任氏液，提起备用线，将左、右主动脉连同插 入的套管扎紧（不得漏液），再将结线固定在套管的小玻璃钩上。剪断结扎 线上方的血管。轻轻提起套管和心脏，在心脏下方绕一线，将左右肺静脉、 前后腔静脉一起结扎，注意保留静脉窦与心脏的联系，切勿损伤静脉窦，于 结扎线的外侧剪去所有牵连的组织，将心脏离体。用任氏液反复冲洗心室内 余血，使灌流液不再有血液。保持套管内液面高度恒定（1.5—2cm），即可 进行实验。
　　(2)八木氏蛙心插管法取一只蟾蜍或蛙，同上法暴露心脏。于左主动脉下 方穿一线，再用蛙心夹夹住心尖，使心脏轻轻吊起（参见图 4-2），将线向 后绕过左、右前腔静脉，左、右肺静脉及右主动脉支，结扎后剪断，也可分
　　
别结扎。再将心脏翻向头端，用线结扎右肝静脉及后腔静脉（勿伤静脉窦）， 剪断。于左肝静脉下方穿一线，打一活结备用，用眼科剪沿向心



方向剪一斜口，将装有灌流液的八木氏静脉套管从开口处插入肝静脉（尖端 勿伤静脉窦）。若套管插入静脉，则心脏的颜色变浅，此时可继续加入灌流 液。将心脏内余血冲洗干净，然后扎紧静脉套管（图 4-9）。
　　在左主动脉下方穿一条线，先用眼科剪将动脉剪一小口，再将动脉套管 沿向心方向插入动脉（尖端不深入动脉圆锥），此时可见套管中有灌流液流 出，随即扎紧套管，剪断左主动脉及左肝静脉，使心脏完全离体。将套管稳 妥地固定在灌流支架上，调节两个套管的方向，使灌流液在心缩时能畅通地 搏出心室，从动脉套管流出，即可进行实验
　　2．将插好离体心脏的套管固定在支架上，用蛙心夹夹住心尖（不可夹得 过多，以免漏液）。用记纹鼓记录时，将蛙心夹上的系线与通用杠杆相连（图
4-10），调节心搏曲线记录、刺激及记时电磁标三只笔尖与记纹鼓面需接触 良好。如用记录仪描记，则将蛙心夹上的系线绕过一个滑轮与张力换能器相 连（图 4-11）。注意：勿使灌流液滴到换能器上。



3．实验观察 (1)开动慢鼓记录正常心搏曲线。
(2)向套管内加 2—6 滴 5%NaCl 溶液，用电磁标作好加药标记，观察心搏
曲线的频率及振幅的变化。当曲线出现明显变化时，立即吸去套管中的灌流 液（作好冲洗标记），用新鲜任氏液清洗 2—3 次，待心搏恢复正常。
(3)向套管内加入 1 滴 2%CaCls 溶液，观察并记录心搏曲线的变化。当出
现明显变化时，立即更换任氏液（方法同上），待心搏恢复正常。 (4)向套管中加 1－2 滴 1%KCl 溶液，记录心搏曲线的变化。当心搏曲线
变化时，立即同(2)法更换灌流液，待心搏恢复。
　　(5)同(2)法记录套管中加入1—2滴1∶100000肾上腺素溶液后心搏曲线 的变化。(6)同(2)法记录套管中加入 1—2 滴 1∶1000000 乙酰胆碱溶液后心 搏的变化。4．将心脏搏动变化的情况填入表 4-2。
表 4-2 几种离子及药物对离体心脏活动的影响

实验项目 心率(次 30S) 振幅(mm) 基线变化 其它
Na+ 对照 给药
Ca2+ 对照 给药
K+ 对照 给药 肾上腺素 对照

给药 乙酰胆碱 对照 给药


【思考题】
1．此实验说明心肌有哪些生理特性？
2．以本实验为例说明内环境相对恒定的重要意义。
3．各种离子和药物对心搏有何影响，为什么？